Informacija

Kaip išmatuoti padengtų bakterijų paviršiaus plotą?

Kaip išmatuoti padengtų bakterijų paviršiaus plotą?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Vykdydamas savo projektą auginu kepimo mieles ir probiotikus dviejose skystose kultūrose, prieš juos sumaišydamas ir padengdamas. Bandau išmatuoti probiotikų poveikį mielėms. Kaip galėčiau išmatuoti grybų kiekį lėkštėje pagal ląstelių skaičių ar paviršiaus plotą?


Galite suskaičiuoti atskiras kolonijas lėkštelėje, o šis skaičius yra „kolonijas formuojančių vienetų“ (CFU), nes teoriškai, norint sukurti koloniją, reikia tik vienos ląstelės.

Tačiau norėdami tai padaryti, prieš dengdami skystąsias kultūras turėsite praskiesti nuosekliai, kad turėtumėte vieną lėkštę 10$^0$ praskiedimo, tada 10$^1$, 10$^2$ ir pan. , paprastai skiedžiamas dešimt kartų.

Tikimės, kad tai duos bent vieną lėkštę su suskaičiuojamu kolonijų skaičiumi, tai yra - ne per daug ir ne per mažai - paprastai 30-300.

cfu/ml = (kolonijų skaičius x praskiedimo koeficientas) / pasėtos kultūros tūris

Paprastai tai duoda labai didelį skaičių, todėl įprasta pasiimti šio skaičiaus žurnalą ir pranešti apie tai kaip rezultatą.

Ir tada galėsite palyginti savo rezultatus tarp probiotikų. Labai gera mintis daryti kiekvieno skiedimo kopijas!


Kaip optimizuoti lašinimo plokštelės metodą bakterijoms suskaičiuoti

Lašinimo plokštelės (DP) metodas gali būti naudojamas nustatyti gyvybingų suspenduotų bakterijų skaičių žinomame stiklinės tūryje. Nuleidžiamos plokštės metodas turi tam tikrų pranašumų, palyginti su paskleidimo plokštelės (SP) metodu. Lašams paskirstyti ant agaro plokštelės reikia mažiau laiko ir pastangų, nei paskleisti lygiavertį bendrą mėginio tūrį į agarą. Paskirstant mėginį lašeliais, kolonijas galima skaičiuoti greičiau ir galbūt tiksliau. Nors laboratorijoje jis buvo naudojamas daugelį metų, lašinimo plokštelės metodas nebuvo standartizuotas. Kai kurie technikai naudoja 10 kartų praskiedimus, kiti – du kartus. Vieni technikai išdeda 0,1 ml bendrą tūrį, kiti – 0,2 ml. Optimalų tokių veiksnių derinį būtų naudinga žinoti atliekant lašinimo plokštelės metodą.

Šis tyrimas buvo atliktas siekiant nustatyti (i) bakterijų tankio įvertinimo standartinį nuokrypį, (ii) lašinimo plokštelės procedūros atlikimo išlaidas, (iii) optimalų lašinimo plokštelės dizainą ir (iv) lašinimo plokštelės metodo privalumus. lyginant su standartiniu paskirstymo būdu. Optimalus dizainas yra faktorių nustatymų derinys, leidžiantis pasiekti mažiausią standartinį nuokrypį už fiksuotą kainą. Standartiniam nuokrypiui išreikšti kaip stiklinės tūrio, praskiedimo koeficiento ir padengto tūrio funkcija buvo naudojami kompiuterinio modeliavimo metodai ir regresinė analizė. Standartinio nuokrypio išraiška taip pat taikoma paskleidimo plokštelės metodui.


Įvadas

Nuleidimo plokštės (DP) metodas pasižymi daugybe teigiamų savybių. Dengimo ir skaičiavimo procedūros reikalauja mažiau darbo nei alternatyvūs metodai. Dengimo ir skaičiavimo žingsniai yra labai patogūs ir valdomi. Tinkamai išdžiovintose lėkštelėse lašai greitai susigers į agarą. Paskirstant mėginį lašeliais, kolonijas galima skaičiuoti greičiau ir galbūt tiksliau. Taikant nuleidžiamų plokštelių metodą, sunaudojama palyginti nedaug atsargų. Bibliografinių duomenų bazės paieška ir pasaulinė žiniatinklio paieška parodė, kad nuleidimo plokštelės metodas naudojamas daugelyje laboratorijų visame pasaulyje. Nepaisant plačiai paplitusio naudojimo, DP metodas nebuvo standartizuotas.

Ankstyvoji pažanga kuriant nuleidžiamųjų plokštelių metodą yra akredituota kelių autorių. Šie autoriai trumpai aprašė lašinamų pipečių pritaikymą bakterijų plokštelių skaičiavimo metodui, ypač Wilson (1922), Aitken ir kt. (1936), Kenny ir kt. (1937), von Haebler ir Miles (1938), Miles ir kt. (1938), Snyder (1947), Reed ir Reed (1948) ir Badger and Pankhurst (1960). Miles ir kt. ir Snyderio darbuose yra statistinė metodo tikslumo analizė. Visų pirma, Miles ir kt. išvedė plokštelių skaičiaus dispersiją, naudodamas binominius ir Puasono skirstinius, kai plokštelių skaičius buvo apskaičiuotas visų lašų ir plokštelių vidurkiu. Badger ir kt. išbandė skirtingų pipečių naudojimo, skirtumų tarp lašų iš tos pačios pipetės, skirtumų tarp nuoseklių to paties skiedimo pipetės užpildymo ir skirtumų tarp plokštelių poveikį. Šių bandymų rezultatai rodo, kad nėra reikšmingo skirtumo tarp pipečių, lašų ar plokštelių.

Dengimo procesas išskiria nuleidžiamųjų plokštelių (DP) metodą nuo alternatyvių metodų. Populiariausia alternatyva yra paskirstymo plokštės (SP) metodas. Taikant SP metodą, 0,1 ml skysčio mėginio pasėjama ant agaro plokštelės. Skystas mėginys paskleidžiamas į agarą su liepsna sterilizuota ledo ritulio lazda, imobilizuojant ląsteles agaro paviršiuje. Kolonijas formuojantys vienetai (CFU) skaičiuojami praėjus atitinkamam inkubaciniam laikotarpiui. Tačiau taikant DP metodą, mėginio tūris paskirstomas ant agaro plokštelės fiksuotu atskirtų mažų lašelių skaičiumi. Po plokštelių inkubacijos suskaičiuojamos kolonijos lašeliuose ir skaičius padidinamas, kad būtų galima įvertinti bendrą CFU skaičių pradiniame stiklinės tūryje. Kadangi skaičiavimas apsiriboja lašais, DP metodas nerekomenduojamas organizmams, kurie pasižymi spiečiaus tipo judrumu, pvz., Proteus mirabilis, P. vulgaris, ir Vibrio parahaemolyticus.

Taikant DP metodą būtinas tikslus ir tikslus lašo tūrio matavimas. Donaldas (1915) pirmasis aprašė metodą, kaip tiksliai išmatuoti skysčio tūrį lašais. Fildesas ir Smartas (1926) išplėtė procedūrą ir sukūrė pipetės paruošimo ir kalibravimo metodus. Šiandien elektroninė pipetė, kainuojanti mažiau nei 400 JAV dolerių, pasižymi didelio tikslumo ir tikslumo savybėmis.

DP metodas yra mikrobiologinių komponentų ir projektavimo komponentų mišinys. Mikrobiologiniai veiksniai nustatomi pagal eksperimento tikslą. Tai apima bakterijų rūšis, štamą ir augimo sąlygas (pvz., terpę, agarą, temperatūrą, laiką). Šiame darbe dėmesys bus skiriamas tik projektavimo veiksniams (i) stiklinės tūriui, (ii) praskiedimo koeficientui ir (iii) padengtam tūriui. Šiame darbe bet koks konkretus šių trijų veiksnių lygių derinys bus vadinamas projektavimo atveju. Stiklinės tūris yra pradinio kultūros tūrio sinonimas. Stiklinėje esančios bakterijos galėjo atsirasti iš aplinkos arba eksperimentinio aparato mėginio. Mėginys gali būti skysčio tūris iš laboratorinio chemostato, pramoginio vandens arba geriamojo vandens. Jei mėginys būtų pusiau kietas, pavyzdžiui, nuosėdos, dirvožemis ar maistas, jis būtų sumaišytas su skysčiu ir taip susidarytų išskaidytų bakterijų suspensija. Atliekant bioplėvelės tyrimus, įprasta pašalinti bioplėvelę iš žinomo paviršiaus ploto ir išskaidyti stiklinėje esančias bakterijas. Atminkite, kad išskaidymo metodai nepatenka į šio dokumento taikymo sritį. Mūsų analizės metu daroma prielaida, kad bakterijos buvo tinkamai suskaidytos ir atsitiktinai sumaišytos stiklinėje.

Kad agaro lėkštelėje susidarytų atskiros, nepersidengiančios kolonijos, skaičiuojamas mėginys beveik visada turi būti atskiestas. Kadangi technikas iš anksto gali tik apytiksliai numanyti gyvybingų skaičių, paprastai reikia atlikti daugiau nei vieną praskiedimą. Skiedimo koeficientas yra skaičius, apibrėžiantis praskiedimo lygį. Didesnis praskiedimo koeficientas rodo didesnį kartotinį praskiedimą. Pavyzdžiui, praskiedimo koeficientas 10 nurodo 10 kartų praskiedimus, o skiedimo koeficientas du – du kartus. Šis veiksnys iš dalies lemia praskiedimo serijos ilgį. Tankio įverčiai, pagrįsti 10 kartų praskiedimais, paprastai apima mažiau bendrą praskiedimą, nei remiantis dvigubu praskiedimu. Tačiau dvigubas praskiedimas paprastai pagerina tankio įvertinimo tikslumą.

Yra daug įvairių konstrukcijų ir buvo įdiegta laboratorijose. Pavyzdžiui, padengtas tūris svyravo nuo 0,1 ml (10 lašų 10 μl tūrio Zelver ir kt., 1999) iki 0,12 ml (šeši lašai 20 μl tūrio Miles ir kt., 1938) iki 0,15 ml (šeši lašai 25 μl tūrio Reed and Reed, 1948). Norėdami taikyti DP metodą, laboratorijos technikai turi pasirinkti lašų skaičių, kuris sudaro padengtą tūrį. Tačiau lašų skaičius neturi tiesioginės įtakos tankio įvertinimo standartiniam nuokrypiui. Lašų skaičius įtraukiamas į skaičiavimą tik todėl, kad padengtas tūris lygus lašų skaičiui, padaugintam iš lašo tūrio. Skaičiavimai yra tokie patys 10 lašų 20 μl ir 20 lašų 10 μl, kurie yra tokie patys, kaip ir bet kokiam lašų skaičiaus ir lašo dydžio deriniui, kuris padauginus iš jų yra lygus 0,2 ml tūriui.

DP metodo rezultatas (arba rezultatas) yra mikroorganizmų tankio įvertinimas su CFU vienetais stiklinės tūryje. Tankio įvertinimo tikslumą rodo jo standartinis nuokrypis (SD). Didesnio tūrio padengimas suteikia daugiau informacijos apie tikrąjį mikroorganizmų tankį. Savo ruožtu daugiau išankstinės informacijos apie tikrąjį tankį lemia mažesnį tankio įvertinimo kintamumą, ty mažesnį SD. Teoriškai, jei visas stiklinės tūris būtų padengtas ir suskaičiuotas, SD būtų lygus nuliui. Žinoma, padengti ir suskaičiuoti visą stiklinės tūrį nėra realu sąnaudų požiūriu. Todėl reikia rasti kompromisą tarp tikslumo ir kainos.

Šio darbo tikslai yra nustatyti (i) bakterijų tankio įvertinimo SD, (ii) DP procedūros atlikimo sąnaudas, (iii) optimalų DP dizainą ir (iv) DP metodo pranašumus lyginant. SP metodu.


Bakterijų mokslo mugės klausimai – keli pagrindiniai ir sudėtingi klausimai apie bakterijas (2005-04-11)

Tiesiog man tai pasirodė. Ar naudojant spektrofotometrą agaro tipas ir (arba) koncentracija neturėtų įtakos rezultatams, atsižvelgiant į tai, kiek tanki, nepermatoma (skaidri) yra terpė? Žinoma, galėčiau palyginti rezultatus, kuriuose naudojamas tas pats agaras, bet mano eksperimentui yra 6 skirtingi agarai. Ar tai iš viso turės įtakos spektrofotometro rezultatams? Dramatiškai? Ne per daug? Dėkoju

P.S. – Vis dar nežinau, ar turiu tokį. jei to nepadarysiu, gali tekti grįžti prie paviršiaus ploto idėjos.

Jūs nenaudotumėte agaro.

Taip, skirtingos skystos terpės blokuos šviesą skirtingu greičiu. Norėdami tai ištaisyti, prieš skaitydami toje terpėje augančių kultūrų optinį tankį, kiekvienam terpės tipui naudokite tuščią langelį. Tuščias mėginys yra tiesiog mėgintuvėlis, kuriame yra sterilios terpės, tokio tipo, kuriame auga jūsų bakterijos. Įdėkite šį mėgintuvėlį į spektrofotometrą ir nustatykite jį į nulį – taigi jūs atsižvelgėte į terpės absorbciją. Išimkite tuščią lauką, įdėkite kultūrą ir OD rodmenis nulems jūsų ląstelės, nes jūs jau atėmėte terpės poveikį.

Jūs nenaudotumėte agaro.

Taip, skirtingos skystos terpės blokuos šviesą skirtingu greičiu. Norėdami tai ištaisyti, prieš skaitydami toje terpėje augančių kultūrų optinį tankį, kiekvienam terpės tipui naudokite tuščią langelį. Tuščias mėginys yra tiesiog mėgintuvėlis, kuriame yra sterilios terpės, tokio tipo, kuriame auga jūsų bakterijos. Įdėkite šį mėgintuvėlį į spektrofotometrą ir nustatykite jį į nulį – taigi jūs atsižvelgėte į terpės absorbciją. Išimkite tuščią lauką, įdėkite kultūrą ir OD rodmenis nulems jūsų ląstelės, nes jūs jau atėmėte terpės poveikį.

Turiu gerų ir blogų naujienų. Geros naujienos yra tai, kad mūsų vidurinėje mokykloje yra (galbūt 2) spektrofotometrai, kuriuos, manau, galiu naudoti. Blogos naujienos yra tai, kad rinkinys (kuris jau atkeliavo į mano namus ir nemanau, kad galiu jo grąžinti, jis buvo atidarytas norint gauti kuponą gyvoms medžiagoms siųsti) buvo su agaru, todėl galbūt specifikacijos . idėja juk neveiks. Nėra galimybės šių agarų iš rinkinio paversti skystomis terpėmis, ar yra, jei ne, nemanau, kad turiu pakankamai laiko jį pagaminti / nusipirkti, be to, turimi agarai / reikmenys būtų švaistymas.

Kadangi mūsų eksperimentams liko nedaug laiko, o aš šiek tiek atsilieku, nes vis dar šiek tiek neapsisprendžiu, ką daryti, manau, kad galiu pritarti paviršiaus ploto idėjai. Kokios jūsų abejonės? Taip vis tiek bus matuojamas bakterijų augimas, ar ne? Jis vis tiek parodys skirtumus tarp bakterijų augimo daugiau ir mažiau koncentruotuose agaruose, tiesa?

Manau, kad man didžiausias rūpestis yra eksperimento kontrolė. Kaip pradėsite kiekvieną kultūrą lygiai tokio paties pločio, pavyzdžiui, su lygiai tuo pačiu inokuliu? Visi dryžiai turi būti vienodo pločio ir bakterijų kiekio, kad galėtumėte palyginti augimą.

Pažvelkite į tai taip: jei ant bet kurio agaro be priedų nubraukite kai kurias bakterijas ir padarysite lygiai tą patį su tomis pačiomis bakterijomis antroje to paties be priedų agaro lėkštelėje ir leisite abiems lėkštelėms augti per naktį, ryte dvi linijos nebus vienodo pločio (arba ploto). Taigi jūs išmatuojate juos ir jie skiriasi – ką tai jums sako? Nebuvo jokio agento, veikiančio bakterijas, taigi, kas lemia ploto skirtumą?

Dabar pabandykite daryti tą patį su skirtingomis bakterijomis ir skirtingomis terpėmis – visos jos bus skirtingos sritys, bet ar iš skirtumų galite gauti prasmingų duomenų?

Pridėkite tai, kad skirtingos rūšys auga skirtingu greičiu. Taigi, vienos bakterijos auga, kad padengtų vieną plotą, o kitos auga, kad padengtų didesnį plotą. Jei tai skirtingos rūšys, kaip galite palyginti vieną su kitu išmatuodami plotą? Tikėtina, kad jie būtų išaugę, kad apimtų skirtingas sritis, net jei jas nebūtų veikęs agentas.

Be to, skirtingos rūšys toje pačioje terpėje auga skirtingai, nepaisant to, ar agare yra priedų. Viena rūšis gali aktyviai augti maistinį agarą, o kita gali būti ne tokia patenkinta toje terpėje (galbūt tinka smegenų širdies infuzijai, triptinei sojai ar tiesiog L agarui) ir augs lėčiau. Tai yra žiniasklaidos pasirinkimo skirtumai, dėl kurių skiriasi aprėpta sritis, o ne skirtumai dėl žiniasklaidos atstovo. Kaip už juos atsiskaitysite?

Eksperimentinis dizainas yra raktas į reikšmingų duomenų rinkimą. Įsigytas rinkinys skirtas kokybiniams skirtumams parodyti, tačiau norite jį naudoti kiekybiniams skirtumams matuoti. Kai kuriuos iš pirmiau išvardytų veiksnių galima kontroliuoti, tačiau apskritai labai sunku sugalvoti tinkamas kontrolės priemones, kad būtų užtikrinta, jog jūsų eksperimentas gautų reikšmingų duomenų.

Manau, kad man didžiausias rūpestis yra eksperimento kontrolė. Kaip pradėsite kiekvieną kultūrą lygiai tokio paties pločio, pavyzdžiui, su lygiai tuo pačiu inokuliu? Visi dryžiai turi būti vienodo pločio ir bakterijų kiekio, kad galėtumėte palyginti augimą.

Pažvelkite į tai taip: jei ant bet kurio agaro be priedų nubraukite kai kurias bakterijas ir padarysite lygiai tą patį su tomis pačiomis bakterijomis antroje to paties be priedų agaro lėkštelėje ir leisite abiems lėkštelėms augti per naktį, ryte dvi linijos nebus vienodo pločio (arba ploto). Taigi jūs išmatuojate juos ir jie skiriasi – ką tai jums sako? Nebuvo jokio agento, veikiančio bakterijas, taigi, kas lemia ploto skirtumą?

Dabar pabandykite daryti tą patį su skirtingomis bakterijomis ir skirtingomis terpėmis – visos jos bus skirtingos sritys, bet ar iš skirtumų galite gauti prasmingų duomenų?

Pridėkite tai, kad skirtingos rūšys auga skirtingu greičiu. Taigi, vienos bakterijos auga, kad padengtų vieną plotą, o kitos auga, kad padengtų didesnį plotą. Jei tai skirtingos rūšys, kaip galite palyginti vieną su kitu išmatuodami plotą? Tikėtina, kad jie būtų išaugę, kad apimtų skirtingas sritis, net jei jas nebūtų veikęs agentas.

Be to, skirtingos rūšys toje pačioje terpėje auga skirtingai, nepaisant to, ar agare yra priedų. Viena rūšis gali aktyviai augti maistinį agarą, o kita gali būti ne tokia patenkinta toje terpėje (galbūt tinka smegenų širdies infuzijai, triptinei sojai ar tiesiog L agarui) ir augs lėčiau. Tai yra žiniasklaidos pasirinkimo skirtumai, dėl kurių skiriasi aprėpta sritis, o ne skirtumai dėl žiniasklaidos atstovo. Kaip už juos atsiskaitysite?

Eksperimentinis dizainas yra raktas į reikšmingų duomenų rinkimą. Įsigytas rinkinys skirtas kokybiniams skirtumams parodyti, tačiau norite jį naudoti kiekybiniams skirtumams matuoti. Kai kuriuos iš pirmiau išvardytų veiksnių galima kontroliuoti, tačiau apskritai labai sunku sugalvoti tinkamas kontrolės priemones, kad būtų užtikrinta, jog jūsų eksperimentas gautų reikšmingų duomenų.

Kiekviena bakterijų rūšis bus patalpinta į 6 agarus (žr. juos rinkinio svetainėje, nurodytoje puslapyje anksčiau), 5 rūšys, iš viso 30 plokštelių. Aš nelyginsiu skirtingų rūšių, o lyginsiu bakterijų augimą vienoje rūšyje ir apskritai parodysiu, kad didesnė šių agarų koncentracija mažina bakterijų augimą. Taigi nesvarbu, ar kai kurios iš šių rūšių greičiau auga viename agare, ar joms nepatinka agaras. Spėju, kad išmatuodamas, kiek bakterijų iš pradžių paskleidau lėkštėje, su tinklelio popieriumi apačioje, galėjau gauti gana tiksliai – 0,2 mm kvadratas neturi jokios reikšmės, tik parodysiu, kad apskritai didesnės koncentracijos agarai neskatins. tiek pat augimo. Pagal paviršiaus plotą jis nebus toks tikslus, kaip naudojant specifikaciją, tačiau pagrindinė idėja perteikiama ir ji gali palyginti skirtumus tarp rūšių, o tai parodys panašumus, įskaitant visas rūšis viename agare, palyginti su visomis rūšimis kitame. Esu tikras, kad nė viena iš šių bakterijų nereaguoja į šį agarą, kurią atrinko Carolina kompanija – esu tikras, kad jos žino, ką daro. Žinau, kad gali būti keletas pašalinių kintamųjų, tačiau šis eksperimentas vis tiek parodys, kad dėl osmosinio slėgio bakterijų augimas bus sumažintas, kai bus daugiau sacharozės ir natrio chlorido pagrindu pagamintų agarų.

Šiek tiek padėjęs susiaurinti savo projektą iki tikslaus problemos teiginio „Koks poveikis bakterijų augimui esant skirtingoms sacharozės agaro ir natrio chlorido agaro koncentracijoms?“, aš atlikau savo eksperimentą ir iškėliau hipotezę „Dėl osmosinio slėgio“. bus mažesnis bakterijų augimas didesnės koncentracijos sacharozės ir natrio chlorido agaruose, o daugiau bakterijų daugės labiau atskiestuose sacharozės ir natrio chlorido agaruose", buvo įrodyta, kad tai teisinga. Savo eksperimente turėjau 195 mėginius, nes kiekvieną Petri lėkštelę padalinau į keturis kvadrantus, naudodamas nuolatinį žymeklį lėkštelių apačioje. Mokslo mugė vyksta trečiadienį, bet aš vis dar tiksliai nežinau, kaip ištarti bakterijų pavadinimus. Ar kas nors žino svetainę, kurioje nurodoma, kaip ištarti įprastų bakterijų tipų pavadinimus? Dėkoju

Nežinau apie tokią svetainę, bet jei paskelbsite pavadinimus, esu tikras, kad galėsime jums padėti su fonetika.


Diskusija

Nors buvo atlikta daug darbo siekiant išsiaiškinti bakterijų dydžio kontrolės kilmę, trūko vieningo supratimo apie ryšius tarp ilgio, pločio ir augimo greičio. ȁkūrybinių spartų” SA/V nustatymo modelis sujungia daugybę skirtingų stebėjimų į tokią vieningą teoriją. Darydami prielaidą, kad eksponentinis tūrio augimas ir tūrio nulemtas paviršiaus augimo greitis, galėjome kiekybiškai numatyti SA / V trajektoriją toli giminingoms rūšims, patiriančioms įvairius sutrikimus. Kiekvienu atveju, santykis tarp SA ir tūrio augimo greičio buvo pagrindinis ląstelių dydį lemiantis veiksnys, o ne specifinės šių rodiklių reikšmės. Tokiu būdu ląstelės laikui bėgant gali pasiekti pastovią SA/V būseną, nereikalaujant SA/V jutimo sistemos. Įdomu tai, kad 1970–2019 m. keliuose straipsniuose buvo teigiama (Previc, 1970 m. Pritchard, 1974 m.), kad ląstelių dydžio padidėjimas keičiant mitybą gali būti dėl išmatuoto neatitikimo (Sud ir Schaechter, 1964) tarp tūrio padidėjimo ir sienelių sintezės. poslinkis aukštyn, pasiūlymas labai atitinka mūsų dabartinį mąstymą. Žvelgiant plačiau, homeostatiniai mechanizmai, panašūs į “reative rates” modelį, galėtų būti taikomi ne tik SA sintezei ir galbūt ne bakterijoms, kad būtų galima apibūdinti kitus procesus, kuriuose kai kurių išėjimo greitis kinta su tūriu, panašiai kaip pasiūlyti eukariotams. sistemos, nustatančios ląstelių ir organelių dydį ir formą (Chan ir Marshall, 2012 Levy ir Heald, 2012).

Mes taip pat parodėme, kad PG biosintezės slopinimo pakanka, kad būtų pakeistas tūrio ir SA augimo greičio mastelis, patvirtinant hipotezę, kad šis mastelis atsiranda dėl naujos SA medžiagos gamybos citoplazmoje, ribojančios SA augimo greitį. Nors neįrodėme, kad PG pirmtakų prieinamumas visada yra greitį ribojantis veiksnys, nustatantis SA plėtimosi greitį, taip yra bent jau gydymo fosfomicinu metu ir apskritai gali būti teisinga ir kituose kontekstuose. Naudojant srautą per PG biosintezės kelią kaip bendrą SA augimo greitį lemiantį veiksnį, ląstelėms būtų galima tiksliai sureguliuoti savo SA/V moduliuojant srautą šiuo keliu – keliu, kurį ypač galima reguliuoti, nes po pirmojo įsipareigojimo tarpiniai produktai yra nebėra bendrinamas su kitais keliais. Arba galima daryti prielaidą, kad membranos biogenezė taip pat dalyvauja nustatant SA augimo greitį. Tačiau atrodo, kad riebalų rūgščių biosintezės slopinimas turi dramatišką poveikį centrinei anglies apykaitai, o šio kelio slopinimas taip pat sumažina tūrio augimą ir lemia mažas, lėtai augančias ląsteles, o ne skatina ląsteles sumažinti tik SA augimą (Yao ir kt., 2012).

Reaguodami į skirtingus sutrikimus, pastebėjome, kad įvairios bakterijų rūšys sklandžiai keičia savo plotį, kad pasiektų SA/V, atitinkantį “reative rates” modelį. Lieka neaišku, kaip dėl SA medžiagų gausos ląstelės gali tapti platesnės arba plonesnės. Viena iš galimybių yra ta, kad neatitikimas tarp tūrio ir SA augimo gali sukelti turgoro slėgio pokyčius: jei tūris auga greičiau nei SA, ląstelės viduje bus didelis turgorinis slėgis, dėl kurio padidės plotis, o jei SA auga greičiau nei tūris, turgoras. slėgis bus mažas, todėl plotis sumažės. Tačiau net jei tai tiesa, neaišku, kaip turgoro slėgis veikia ląstelės plotį. Galbūt šoninės sienelės įdėjimo mechanizmai arba MreB elgiasi skirtingai, esant skirtingam turgoro slėgiui arba priklausomai nuo substrato gausos. Tai gali sukelti skirtumus tarp įterpimo vietos išdėstymo, PG susiejimo, hidrolizinio aktyvumo, glikano grandinės ilgio, krypties orientacijos ir (arba) įterpimo tempimo. Ateityje šių ir kitų savybių santykinio indėlio išaiškinimas bus labai svarbus norint suprasti pločio pokyčių molekulinį pagrindą.

Be pločio, ląstelės taip pat moduliavo savo ilgį, reaguodamos į SA / V reikalavimus. Norėdami tai išspręsti, pasiūlėme ir suteikėme paramą dalijimosi modeliui, kai ląstelės atideda dalijimąsi, kol bus sukauptas ribinis SA medžiagos perteklius. Toks kontrolinis taškas tikriausiai būtų vienas iš kelių, kuriuos ląstelės turi praeiti, kad pasidalytų. Pažymėtina, kad susiaurėjimas prasideda gerokai po FtsZ žiedo susidarymo, o veiksniai, kurie sutrikdo FtsZ žiedo susidarymą, pvz., nesėkminga nukleoidų segregacija, atsako į stresą baltymai arba maistinių medžiagų jutimo baltymai (apžvelgta Adams ir Errington, 2009) – ląstelės smarkiai sulėtina dalijimąsi. Tai reiškia, kad FtsZ žiedo formavimas yra prieš bet kurį SA medžiagos kontrolinį tašką. Yra keletas pavėluotai gaunamų dalijimosi baltymų (Aarsman ir kt., 2005 Gamba ir kt., 2009 Goley ir kt., 2011), kurie gali būti atsakingi už sukaupto SA medžiagos kiekio jutimą ir susiaurėjimą. Kadangi ląstelės sienelė yra struktūrinis ląstelės paviršiaus determinantas, ir kadangi stebime nuo dozės priklausomą ląstelių ilgio padidėjimą po gydymo fosfomicinu, siūlome, kad toks jutiklis greičiausiai matuotų sukauptą PG pirmtakų kiekį. Būsimi PG pirmtakų lygių tyrimai per ląstelių ciklą, taip pat biocheminis kandidatų jutiklių tyrimas bus labai svarbūs nustatant, ar ir kaip tokia riba veikia ląstelėse.

Kadangi, norint užbaigti ląstelių dalijimąsi, reikia pereiti kelis kontrolinius taškus, todėl greitį ribojantis punktas gali keistis atsižvelgiant į ląstelės fiziologinę būseną ir gali sukelti skirtingus augimo modelius. Neseniai buvo įrodyta, kad greitai augančioms ląstelėms esant pastoviai būsenai veikia �r” mechanizmas (apžvelgta Jun ir Taheri-Araghi, 2015). Mūsų modeliavimas atskleidė, kad padalijimas po to, kai buvo sukauptas tikslinis SA medžiagos perteklius, sukuria tokį augimo modelį. Iš tiesų, mes nustatėme, kad norint pasiekti �r” mechanizmą mūsų modeliavimo kontekste, “trigger” molekulė turi būti gaminama tokiu greičiu, kuris yra proporcingas tūriui – charakteristika, kurią įrodėme esant SA. medžiaga, nes šis sintezės būdas yra pagrindinė hipotezė, kuria grindžiamas “reative rates” modelis. Be to, sukauptas kiekis turi būti iš naujo nustatytas kiekvieno ląstelių ciklo pradžioje, o tai reikalavimas būtų patikimai pasiektas naudojant sukauptą SA medžiagą, kad būtų susintetinti du nauji galiniai dangteliai. Šio tipo bendras modelis anksčiau buvo pasiūlytas be specifinio molekulinio mechanizmo (Fantes ir kt., 1975 Sompayrac ir Maaloe, 1973). Šie faktai, kartu su pirmiau pateiktais įrodymais, tvirtai rodo, kad SA medžiagos kaupimasis gali būti pastebėtas bakterijų augimo pastovioje būsenoje modelis, taip pat ląstelių ilgio moduliavimas skirtingomis fiziologinėmis sąlygomis, kad atitiktų SA. /V modelio “relative rates” reikalavimai.


Klauskite eksperto: prašau padėti! Mokslo mugės projektas apie mikrobus

Sveiki!
Mano dukra (7 klasė) nori išbandyti įvairiose viešose vietose bakterijų. Atlikę nemažai tyrimų, mums vis dar lieka keli pagrindiniai klausimai.
1. Kaip rinkti mėginius: sugalvojome naudoti sterilius tamponus paviršiams perbraukti. Ar jie turėtų būti šlapi ar sausi? Jei juos sušlapinsime, naudosime sterilų vandenį? Kur galime rasti sterilių tamponų? Mūsų vaistinėje jų nebuvo.
2. Svarbiausias klausimas: kaip kiekybiškai įvertinti duomenis? Jos mokytojas pasakė, kad tiesiog pažiūrėkite į lėkštes ir išreikškite uždengto ploto procentus. Man tai atrodo per netikslu. Kaip skaičiuojate kolonijas formuojančius vienetus? Ar galime gauti daugiau nei vieną skaičių kiekvienoje lėkštėje skirtingu laiku, ar turėsime pažymėti dangtelius, kuriuos kitą kartą bus sunku pamatyti? Ar ji gali matyti kolonijas be mikroskopo? (Jei reikia, mokytojas paskolins aptaisą parsinešti namo)

Labai ačiū, kad padedate mums!

Paskelbė Sareena Avadhany » Penktadienis, 2007 m. vasario 16 d., 12:39 val

Darbas su bakterijomis gali būti pavojingas, todėl jums ir jūsų dukrai rekomenduojama atlikti šį eksperimentą mokykloje ar kitoje laboratorijoje.

Kalbant apie mėginių rinkimą, manau, pakaktų naudoti sausą sterilų tamponą. Tačiau mėginį turite sudėti į sultinį ir inkubuoti 24 valandas 37 laipsnių Celsijaus temperatūroje. Tai užtikrins, kad bakterijų mėginys būtų geras. Po 24 valandų paimkite sterilią inokuliavimo kilpą ir nubraukite lėkštę.

Žiūrint į rezultatus viskas bus kokybiška. Jūsų dukra turės ieškoti skirtingų formų ir dydžių, taip pat kiek kolonijų atrodo panašiai. Nesu tikra, ką jos mokytojas turi omenyje žiūrėdamas į lėkštes ir išreikšdamas uždengto ploto procentus. Bakterijos augs visoje plokštelėje, o ne tik tam tikrose vietose.

Šios svetainės gali padėti skiepyti:
http://www.umsl.edu/

Jei jūsų dukra tai atlieka mokyklos laboratorijoje, kuri yra rimtai pageidaujama, ji gali norėti sutepti kultūrą, kad galėtų toliau stebėti augimą.

Nežinau, ką turite galvoje sakydami „kiekvienoje lėkštėje skirtingu metu gauti daugiau nei vieną skaičių arba pažymėti dangtelius, kuriuos kitą kartą bus sunku pamatyti“." Ar galėtumėte tai paaiškinti?

Petri lėkštelių ženklinimas visada yra labai svarbus. Tegul dukra pateikia duomenis, inicijuoja jos vardą ir nurodykite, apie ką projektas. Taip jai bus lengviau. Siūlyčiau dėti daugiau nei vieną Petri lėkštelę, kad būtų užtikrinta tinkama skiepijimo technika.

Bakterijų kolonijas tikrai galima pamatyti be mikroskopo. Tačiau augimo tyrimas mikroskopu tolesniam tyrimui tikrai yra kitas žingsnis.

Paskelbė tnshutterbug » Sekmadienis, 2007 m. vasario 18 d., 22:33

Ačiū už atsakymą. Iš esmės suprantu jūsų atsakymus, bet jūs galvojate iš mokslininko, dirbančio laboratorijoje su audinių kultūros įrenginiais, perspektyvos. Pamiršk tai! Turite galvoti apie 12 metų mergaitę, dirbančią savo virtuvėje ir miegamajame be inkubatoriaus ar jokių laboratorijų patalpų. Jos mokykloje taip pat nėra tinkamos laboratorijos.

Jau surinkome pavyzdžius iš kelių viešų vietų. Sterilų tamponą sudrėkinome steriliu vandeniu ir nubraukėme tiriamo paviršiaus plotą. Ji padalijo lėkštę į 4 kvadrantus ir nubrėžė 1 kvadratą, tada 2 ir t.t.

Jos teigiama kontrolė jau rodo augimo požymius (nesijuokit, bet norint gauti teigiamą kontrolę, mes palikome gabalėlį maltos jautienos ant popierinės lėkštės kambario temperatūroje 6 val., tada išmetėme mėsą, palikome lėkštę dar 2 valandas prieš tampono plokštelė). Neigiama kontrolė yra tik neatidaryta Petri lėkštelė (nusipirkome išpilstytą, paruoštą naudoti).

Taigi aš vis tiek norėčiau sužinoti, kokius kiekybinius dalykus ji gali padaryti. Jūs paklausėte, ką aš turiu omenyje, kai iš tos pačios Petri lėkštelės gavau kelis skaičius. Norėjau pasakyti, kad ji galėtų tai nubrėžti, kad suprastų augimo kreivę, jei skaičiuotų CFU (ar bet ką) 1, 2, 3, 4 ir t. t.

Kalbant apie kokybinius dalykus, ar galite rekomenduoti gerą, bet lengvai prieinamą knygą / šaltinį, kuris padėtų mums nustatyti, kas auga lėkštėse? Ar turite gerų spėjimų, kokius labiausiai tikėtinus kandidatus pamatysime jos plokštelėse. Prisiminkite, kad ji nušluostė pirkinių krepšelio rankenas, lifto mygtukus, eskalatoriaus turėklus, kompiuterio pelę bibliotekoje ir t. t. Ką mes greičiausiai pastebėsime?

Mano dukra taip įsitraukė į tai, kad dabar ji nori išbandyti, ar parduodamos antimikrobinės servetėlės ​​tikrai veikia. Aš buvau atsparus šiai daliai, nes jaučiau, kad jai reikia tam tikro bakterijų šaltinio. Bet galbūt, jei jos teigiama kontrolė pasiteisintų, galėtume pakartoti strategiją ir panaudoti jūsų idėją nuvalyti tamponą, tada įdėti tamponą į mėgintuvėlį ir vėliau pasėti lėkštes, kad visi gautų tą patį bakterijomis pripildyto tirpalo tūrį. Ar tai skamba įmanoma? Mano dukra perskaitė apie „slopinimo zonos“ matavimą tokiam eksperimentui. Ar skaičiai (manau, kad ji išmatuos neaugimo zonos skersmenį?) gali labai skirtis?

Safety-wise, we are wearing gloves while doing all this and plan to use bleach on the plates at the end of experiment.

Thanks for your input.
Maureen

Post by Sareena Avadhany » Mon Feb 19, 2007 12:28 am

I was unaware of the conditions your daughter was in while conducting this lab, and I did not assume she had all the equipment needed. Safety is of number one priority when conducting labs, and it is important that all precautions are employed. I am not a scientist, but I have conducted a lab similar to your daughter's without the use of expensive equipment.

As for her experiment, the plates seems to be inoculated well how many hours did you leave this dishes in room temperature?

I don't exactly understand the positive and negative controls. Please correct me if I am mistaken, but wasn't your daughter's project focused on examining different kinds of bacteria that grow in public areas? If this is so, I am interested in understanding why your daughter chose these as her positive and negative controls. Based on my understanding of growing bacteria, positive and negative controls are not needed for this experiment.

As for quantitative analysis, counting the number of bacteria is possible using CFUs. The area in which she took the sample would need to be defined, and then she would be able to calculate the number of bacteria in that area using CFUs. Here is a website that will definitely help:

With regards to qualitative, it would simply be drawing up a chart. I was not able to find any sample charts online, but it would basically be identifying colonies, and describing the shape (circle, oval, she can even draw it), the size (large, small, medium) and whether it is indented, bumpy, round, so on.

There are many posts on Science Buddies about the efficacy of antimicrobial/bacterial products on the growth of bacteria cultures. Visit the "Mouth Microbes" thread - I believe it is on the second page - to get ideas on how to prepare the experimental set-up. I would suggest only plating one kind of bacteria (ex. E.Coli) it is important to control the experiment as best as your daughter can. However, it also depends on the purpose of her experiment. Wipes are meant to kill all bacteria on a kitchen counter, so if she wants to test kitchen counter bacteria, that is also feasible. There just might be problems that tag along with testing wipes against more than one kind of bacteria. For example, if bacteria is found on or near the substance, it would be impossible, with the facilities available to her, to detect if the wipe just doesn't work at all, or doesn't work against a specific kind/kinds of bactera.

Your daughter would need to cultivate the bacteria to ensure good inoculation results so her data is reliable. Here is some information on why broth is helpful:

Here are some websites to give you and your daughter some ideas:

As for zones, she is correct: if the wipe has antibacterial properties, no growth would be visible around the area. Quantiative data collection would be measuring the zone sizes. Zone sizes could vary from different wipes, and different results would indicate varied effectiveness in fighting microbes.


CFU/cm2 . HOW - (Sep/30/2010 )

How is the number of CFU/ cm 2 calculated?
A plate left in a room (6m 2 ) in the open air, grew on a 6mm agar plate 16 colonies after 24 hr incubation.

What is the CFU/cm2 or CFU/m2

maryjo on Thu Sep 30 20:25:38 2010 said:

How is the number of CFU/ cm 2 calculated?
A plate left in a room (6m 2 ) in the open air, grew on a 6mm agar plate 16 colonies after 24 hr incubation.

What is the CFU/cm2 or CFU/m2

maryjo on Thu Sep 30 20:25:38 2010 said:

How is the number of CFU/ cm 2 calculated?
A plate left in a room (6m 2 ) in the open air, grew on a 6mm agar plate 16 colonies after 24 hr incubation.

What is the CFU/cm2 or CFU/m2

CFU/ cm 2 is the number of colonies formed per cm 2 of surface, so first work out the surface area of your plate.

I will assume you meant 6cm diameter plate rather than 6mm diameter, as 6mm is very small.

radius is 1/2 of the diameter, so pi*3 2 which is about 28cm 2

if you had 16 colonies on that, then the CFU is 16 colonies per 28cm 2

CFU/cm 2 would me 16/28 = 0.57CFU/cm 2


I am not sure what the size of the room has to do with anything, but I suppose you could calculate the total number of CFU in the whole room if you wanted to.


How Streamflow is Measured

How can one tell how much water is flowing in a river? Can we simply measure how high the water has risen/fallen? The height of the surface of the water is called the stream stage or gage height. However, the USGS has more accurate ways of determining how much water is flowing in a river. Read on to learn more.

Introduction to USGS Streamgaging

The U.S. Geological Survey (USGS) started its first streamgage in 1889 on the Rio Grande River in New Mexico to help determine if there was adequate water for irrigation purposes to encourage new development and western expansion. The USGS operates over 8,200 continuous-record streamgages that provide streamflow information for a wide variety of uses including flood prediction, water management and allocation, engineering design, research, operation of locks and dams, and recreational safety and enjoyment.

How Streamflow is Measured

As you're enjoying yourself sitting on the peaceful bank of a local river, one question you may ask yourself is "How much water is flowing in this river?" You've come to the right place for an answer. The USGS has been measuring streamflow on thousands of rivers and streams for many decades and by reading this set of Web pages you can find out how the whole streamflow-measurement process works.

Often during a large rainstorm you can hear an announcement on the radio like "Peachtree Creek is expected to crest later today at 14.5 feet." The 14.5 feet the announcer is referring to is the stream stage. Stream stage is important in that it can be used (after a complex process described below) to compute streamflow, or how much water is flowing in the stream at any instant.

Stream stage (also called stage or gage height) is the height of the water surface, in feet, above an established altitude where the stage is zero. The zero level is arbitrary, but is often close to the streambed. You can get an idea of what stream stage is by looking at a picture of a common staff gage, which is used to make a visual reading of stream stage. The gage is marked in 1/100th and 1/10th foot intervals.

Streamgaging generally involves 3 steps:

1. Measuring stream stage—obtaining a continuous record of stage—the height of the water surface at a location along a stream or river
2. The discharge measurement—obtaining periodic measurements of discharge (the quantity of water passing a location along a stream)
3. The stage-discharge relation—defining the natural but often changing relation between the stage and discharge using the stage-discharge relation to convert the continuously measured stage into estimates of streamflow or discharge

Measuring stream stage

Most U.S. Geological Survey (USGS) streamgages measure stage and consist of a structure in which instruments used to measure, store, and transmit the stream-stage information are housed. Stage, sometimes called gage height, can be measured using a variety of methods. One common approach is with a stilling well in the river bank or attached to a bridge pier. Water from the river enters and leaves the stilling well through underwater pipes allowing the water surface in the stilling well to be at the same elevation as the water surface in the river. The stage is then measured inside the stilling well using a float or a pressure, optic, or acoustic sensor. The measured stage value is stored in an electronic data recorder on a regular interval, usually every 15 minutes.

At some streamgage sites, a stilling well is not feasible or is not cost effective to install. As an alternative, stage can be determined by measuring the pressure required to maintain a small flow of gas through a tube and bubbled out at a fixed location under water in the stream. The measured pressure is directly related to the height of water over the tube outlet in the stream. As the depth of water above the tube outlet increases, more pressure is required to push the gas bubbles through the tube.

Streamgages operated by the USGS provide stage measurements that are accurate to the nearest 0.01 foot or 0.2 percent of stage, whichever is greater. Stage at a streamgage must be measured with respect to a constant reference elevation, known as a datum. Sometimes streamgage structures are damaged by floods or can settle over time. To maintain accuracy, and to ensure that stage is being measured above a constant reference elevation, the elevations of streamgage structures, and the associated stage measurement, are routinely surveyed relative to permanent elevation benchmarks near the streamgage.

Although stage is valuable information for some purposes, most users of streamgage data are interested in streamflow or discharge—the amount of water flowing in the stream or river, commonly expressed in cubic feet per second or gallons per day. However, it is not practical for a streamgage to continuously measure discharge. Fortunately, there is a strong relation between river stage and discharge and, as a result, a continuous record of river discharge can be determined from the continuous record of stage. Determining discharge from stage requires defining the stage-discharge relationship by measuring discharge at a wide range of river stages.

The discharge measurement

Discharge is the volume of water moving down a stream or river per unit of time, commonly expressed in cubic feet per second or gallons per day. In general, river discharge is computed by multiplying the area of water in a channel cross section by the average velocity of the water in that cross section:

discharge = area x velocity

The USGS uses numerous methods and types of equipment to measure velocity and cross-sectional area, including the following current meter and Acoustic Doppler Current Profiler.

Diagram of Channel Cross Section With Subsections.

The most common method used by the USGS for measuring velocity is with a current meter. However, a variety of advanced equipment can also be used to sense stage and measure streamflow. In the simplest method, a current meter turns with the flow of the river or stream. The current meter is used to measure water velocity at predetermined points (subsections) along a marked line, suspended cableway, or bridge across a river or stream. The depth of the water is also measured at each point. These velocity and depth measurements are used to compute the total volume of water flowing past the line during a specific interval of time. Usually a river or stream will be measured at 25 to 30 regularly spaced locations across the river or stream.

Current Meter

One method that has been used for decades by the USGS for measuring discharge is the mechanical current-meter method. In this method, the stream channel cross section is divided into numerous vertical subsections. In each subsection, the area is obtained by measuring the width and depth of the subsection, and the water velocity is determined using a current meter. The discharge in each subsection is computed by multiplying the subsection area by the measured velocity. The total discharge is then computed by summing the discharge of each subsection.

Numerous types of equipment and methods are used by USGS personnel to make current-meter measurements because of the wide range of stream conditions throughout the United States. Subsection width is generally measured using a cable, steel tape, or similar piece of equipment. Subsection depth is measured using a wading rod, if conditions permit, or by suspending a sounding weight from a calibrated cable and reel system off a bridge, cableway, or boat or through a hole drilled in ice.

Developed in the early 1900s and modified many times prior to 1930. Purchased from the W. & L. E. Gurley Company, Troy, New York.
Object ID: USGS-000458

Credit: Justin Bongard, U.S. Geological Survey. Public domain.

The velocity of the streamflow can be measured using a current meter. The most common current meter used by the USGS is the Price AA current meter. The Price AA current meter has a wheel of six metal cups that revolve around a vertical axis. An electronic signal is transmitted by the meter on each revolution allowing the revolutions to be counted and timed. Because the rate at which the cups revolve is directly related to the velocity of the water, the timed revolutions are used to determine the water velocity. The Price AA meter is designed to be attached to a wading rod for measuring in shallow waters or to be mounted just above a weight suspended from a cable and reel system for measuring in fast or deep water. In shallow water, the Pygmy Price current meter can be used. It is a two-fifths scale version of the Price AA meter and is designed to be attached to a wading rod. A third mechanical current meter, also a variation of the Price AA current meter, is used for measuring water velocity beneath ice. Its dimensions allow it to fit easily through a small hole in the ice, and it has a polymer rotor wheel that hinders the adherence of ice and slush.

Acoustic Doppler Current Profiler

U.S. Geological Survey hydrologic technicians use an acoustic Doppler current profiler to measure streamflow on the Boise River in Boise's Veterans Memorial Park as part of a study of phosphorus mass balance.

Credit: Tim Merrick, USGS. Public domain

In recent years, advances in technology have allowed the USGS to make discharge measurements by use of an Acoustic Doppler Current Profiler (ADCP). An ADCP uses the principles of the Doppler Effect to measure the velocity of water. The Doppler Effect is the phenomenon we experience when passed by a car or train that is sounding its horn. As the car or train passes, the sound of the horn seems to drop in frequency.

The ADCP uses the Doppler Effect to determine water velocity by sending a sound pulse into the water and measuring the change in frequency of that sound pulse reflected back to the ADCP by sediment or other particulates being transported in the water. The change in frequency, or Doppler Shift, that is measured by the ADCP is translated into water velocity. The sound is transmitted into the water from a transducer to the bottom of the river and receives return signals throughout the entire depth. The ADCP also uses acoustics to measure water depth by measuring the travel time of a pulse of sound to reach the river bottom at back to the ADCP.

To make a discharge measurement, the ADCP is mounted onto a boat or into a small watercraft (diagram above) with its acoustic beams directed into the water from the water surface. The ADCP is then guided across the surface of the river to obtain measurements of velocity and depth across the channel. The river-bottom tracking capability of the ADCP acoustic beams or a Global Positioning System (GPS) is used to track the progress of the ADCP across the channel and provide channel-width measurements. Using the depth and width measurements for calculating the area and the velocity measurements, the discharge is computed by the ADCP using discharge = area x velocity, similar to the conventional current-meter method. Acoustic velocity meters have also been developed for making wading measurements (picture to the left).

The ADCP has proven to be beneficial to streamgaging in several ways. The use of ADCPs has reduced the time it takes to make a discharge measurement. The ADCP allows discharge measurements to be made in some flooding conditions that were not previously possible. Lastly, the ADCP provides a detailed profile of water velocity and direction for the majority of a cross section instead of just at point locations with a mechanical current meter this improves the discharge measurement accuracy.

The stage-discharge relation

Streamgages continuously measure stage, as stated in the "Measuring Stage"" section. This continuous record of stage is translated to river discharge by applying the stage-discharge relation (also called rating). Stage-discharge relations are developed for streamgages by physically measuring the flow of the river with a mechanical current meter or ADCP at a wide range of stages for each measurement of discharge there is a corresponding measurement of stage. The USGS makes discharge measurements at most streamgages every 6 to 8 weeks, ensuring that the range of stage and flows at the streamgage are measured regularly. Special effort is made to measure extremely high and low stages and flows because these measurements occur less frequently. The stage-discharge relation depends upon the shape, size, slope, and roughness of the channel at the streamgage and is different for every streamgage.

USGS Stage-Discharge Relation Example.

The continuous record of stage is converted to streamflow by applying a mathematical rating curve. A rating curve (fig. 3) is a graphic representation of the relation between stage and streamflow for a given river or stream. USGS computers use these site-specific rating curves to convert the water-level data into information about the flow of the river.

The development of an accurate stage-discharge relation requires numerous discharge measurements at all ranges of stage and streamflow. In addition, these relations must be continually checked against on-going discharge measurements because stream channels are constantly changing. Changes in stream channels are often caused by erosion or deposition of streambed materials, seasonal vegetation growth, debris, or ice. New discharge measurements plotted on an existing stage-discharge relation graph would show this, and the rating could be adjusted to allow the correct discharge to be estimated for the measured stage.

Converting stage information to streamflow information

Most USGS streamgages transmit stage data by satellite to USGS computers where the stage data are used to estimate streamflow using the developed stage-discharge relation (rating). The stage information is routinely reviewed and checked to ensure that the calculated discharge is accurate. In addition, the USGS has quality-control processes in place to ensure the streamflow information being reported across the country has comparable quality and is obtained and analyzed using consistent methods.

Most of the stage and streamflow information produced by the USGS is available online in near real time through the National Water Information System (NWIS) Web. In addition to real-time streamgage data, the NWIS Web site also provides access to daily discharges and annual maximum discharges for the period of record for all active and discontinued streamgages operated by the USGS.

Streamflow summary

Streamgaging involves obtaining a continuous record of stage, making periodic discharge measurements, establishing and maintaining a relation between the stage and discharge, and applying the stage-discharge relation to the stage record to obtain a continuous record of discharge. The USGS has provided the Nation with consistent, reliable streamflow information for over 115 years. USGS streamflow information is critical for supporting water management, hazard management, environmental research, and infrastructure design.


How to Collect Samples and Test for Mold or Bacteria

Laboratory results are as good as the sample. The sample type taken generally depends on the purpose of the investigation. The importance of accurate results cannot be overstated. Test results change people’s lives.

Tip. Collecting a good sample for lab testing. There’s not much point using a lab analysis report to guide your microbial remediation decisions or recommendations unless the sample collected for analysis was truly representative of the total building contamination. The aim should always be to collect the most representative sample possible. See our course How To Take Mold Samples.

In this first section, you will learn how to safely collect and send samples for mold testing services.

  • Cut 2-3 inches of clear scotch tape avoid touching the sticky side by holding the piece of tape by the edges
  • Press the tape gently onto the surface you wish to test for mold growth
  • Peel the tape off surface holding the tape by the edges only
  • Apply sticky side of tape to the inside of the ziplock bag do not fold the tape
  • Close bag and label the sample appropriately (put only one sample per bag)
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us.

How To Collect Bulk Samples for Mold Testing:

  • Wear suitable gloves
  • Cut a small piece (about 4 square inches) of the suspect material (e.g., carpet, drywall, wallpaper, wood) taking care not to disturb the mold
  • Place the sample inside a clean plastic bag (for example ziplock)
  • Close the bag and label the sample appropriately
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us.

How To Collect Swab Samples for Mold or Bacteria Testing:

Dry swabs are recommended for wet surfaces and wet swabs for dry surfaces.

  • Wear suitable gloves
  • Remove swab from tube (If using swabs with a wetting agent, drain most of it on the sides of the tube before sampling)
  • Swab the test surface by rolling the swab lightly back and forth. For quantification of the amount of mold or bacteria on the test surface, swab a known surface area (for example, 100 square centimeters)
  • After swabbing, insert the swab in the tube – Firmly close cap and label the sample appropriately
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us.

How To Collect Air Samples (Non-Culture) for Airborne Mold Testing:

Various sampling cassettes can be used. Use the manufacturer’s instructions. Also ensure the pump has been calibrated to the appropriate flow rate for the type of cassette to be used.

Note: replace stickers on Air Sampling Cassettes once sampling is completed to prevent contamination.

How To Collect Air Samples For Culture Analysis:

Settle Plate Samples

  • Select suitable agar media for sampling
  • Place the plates at table-top level and remove the lids
  • Leave the plates open for 0.5-4 hours
  • Cover the plates and secure the lids with clear tape
  • Label the plates with appropriate information
  • Place the samples in a cooler/box ensuring the samples are not in contact with ice packs (to avoid having the samples frozen)
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us for incubation and identification of the resulting mold or bacteria.

How To Collect Air Samples (culturable) for Mold or Bacteria Testing

Volumetric air samples for culture analyses are taken by impacting a known volume of air onto a suitable growth medium. Commonly used samples are Reuter Centrifugal Sampler (RCS) or the Anderson Single Stage Sampler. This process is particularly important if you request MBL’s bacteria testing service. Please refer to the manufacturer’s instructions on how to take samples using your sampler.

Key Points To Remember:

  • Use a permanent marker to label the samples
  • Complete a chain of custody form (sample submittal form) with the relevant information
  • For air samples, record the flow rate and sampling time or the total air volume collected on the form
  • Secure the samples and the chain of custody form in a shipping container
  • For samples that do not require culturing, refrigeration is usually not needed when submitting the samples to the laboratory for analysis
  • When collecting samples, write down and include with the sample(s) the following information, or download and fill out our Analysis Request Form:
    • vardas
    • Company (if applicable)
    • Mailing Address
    • Telephone Number (voice) and fax number (if applicable)
    • Email address (if any)
    • Date sample taken
    • The type of analysis required (if not sure call the lab)
    • Turnaround time required for non-viable analysis: regular (1-3 days) or rush (24 hours

    If you are within the GTA region, you can either deliver the samples to the laboratory by hand or send them by courier or post. Samples from anywhere else in Canada (outside the GTA) may be sent by courier or post.

    Pastaba: It is recommended that wet and/or culturable samples be sent to the laboratory on the same day if possible) or by overnight courier, and should be shipped under cool conditions (but not frozen).

    When we test for moulds or bacteria, our turnaround time for all culture analyses is 10-14 days. Non-culture analyses takes 1-3 days for regular service and 24 hours for rush service.


    Drescher, K., Shen, Y., Bassler, B. L. & Stone, H. A. Biofilm streamers cause catastrophic disruption of flow with consequences for environmental and medical systems. Proc. Natl. Akad. Sci. JAV. 110, 4345–4350 (2013).

    Davey, M. E. & O’toole, G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64, 847–867 (2000).

    Watnick, P. & Kolter, R. Biofilm, city of microbes. J. Bacteriol. 182, 2675–2679 (2000).

    Donlan, R. M. Biofilms: microbial life on surfaces. Atsiras. Užkrėsti. Dis 8, 881–890 (2002).

    Costerton, J., Montanaro, L. & Arciola, C. Biofilm in implant infections: its production and regulation. Tarpt. J. Artif. Organs 28, 1062–1068 (2005).

    Garrett, T. R., Bhakoo, M. & Zhang, Z. Bacterial adhesion and biofilms on surfaces. Prog. Nat. Sci. 18, 1049–1056 (2008).

    Mattila‐Sandholm, T. & Wirtanen, G. Biofilm formation in the industry: a review. Food Rev. Int. 8, 573–603 (1992).

    Branda, S. S., Vik, Å., Friedman, L. & Kolter, R. Biofilms: the matrix revisited. Trends Microbiol. 13, 20–26 (2005).

    Katsikogianni, M. & Missirlis, Y. Concise review of mechanisms of bacterial adhesion to biomaterials and of techniques used in estimating bacteria-material interactions. Euras. Cell Mater. 8, 37–57 (2004).

    Anselme, K. et al. The interaction of cells and bacteria with surfaces structured at the nanometre scale. Acta Biomater. 6, 3824–3846 (2010).

    O’Toole, G., Kaplan, H. B. & Kolter, R. Biofilm formation as microbial development. Annu. Rev. Microbiol. 54, 49–79 (2000).

    Hori, K. & Matsumoto, S. Bacterial adhesion: from mechanism to control. Biochem. inž. J. 48, 424–434 (2010).

    Hall-Stoodley, L. & Stoodley, P. Developmental regulation of microbial biofilms. Curr. Nuomonė. Biotech. 13, 228–233 (2002).

    Stoodley, P., Hall-Stoodley, L. & Lappin-Scott, H. M. Detachment, surface migration and other dynamic behavior in bacterial biofilms revealed by digital time-lapse imaging. Metodai Enzymol. 337, 306 (2001).

    Stoodley, P. et al. Growth and detachment of cell clusters from mature mixed-species biofilms. Appl. Aplinka. Microb. 67, 5608–5613 (2001).

    Kaplan, J. B., Meyenhofer, M. F. & Fine, D. H. Biofilm growth and detachment of Actinobacillus actinomycetemcomitans. J. Bacteriol. 185, 1399–1404 (2003).

    Buchanan, R., Whiting, R. & Damert, W. When is simple good enough: a comparison of the Gompertz, Baranyi and three-phase linear models for fitting bacterial growth curves. Food Microbiol. 14, 313–326 (1997).

    Chien, A.-C., Hill, N. S. & Levin, P. A. Cell size control in bacteria. Curr. Biol. 22, R340–R349 (2012).

    Haeusser, D. P. & Levin, P. A. The great divide: coordinating cell cycle events during bacterial growth and division. Curr. Nuomonė. Microbiol. 11, 94–99 (2008).

    Erickson, H. P., Anderson, D. E. & Osawa, M. FtsZ in bacterial cytokinesis: cytoskeleton and force generator all in one. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 74, 504–528 (2010).

    Adams, D. W. & Errington, J. Bacterial cell division: assembly, maintenance and disassembly of the Z ring. Nat. Rev. Microbiol. 7, 642–653 (2009).

    Wang, J. D. & Levin, P. A. Metabolism, cell growth and the bacterial cell cycle. Nat. Rev. Microbiol. 7, 822–827 (2009).

    Wang, L., Chen, W. & Terentjev, E. Effect of micro-patterning on bacterial adhesion on polyethylene terephthalate surface. J. Biomater. Appl. 29, 1351–1362 (2015).

    Shirakura, A. et al. Diamond-like carbon films for PET bottles and medical applications. Thin Solid Films 494, 84–91 (2006).

    Katsikogianni, M., Amanatides, E., Mataras, D. & Missirlis, Y. Staphylococcus epidermidis adhesion to He, He/O2 plasma treated PET films and aged materials: Contributions of surface free energy and shear rate. Colloid Surf. B-Biointerfaces 65, 257–268 (2008).

    Jung, K. H. et al. Preparation and antibacterial activity of PET/chitosan nanofibrous mats using an electrospinning technique. J. Appl. Polym. Sci. 105, 2816–2823 (2007).

    Cen, L., Neoh, K. & Kang, E. Surface functionalization technique for conferring antibacterial properties to polymeric and cellulosic surfaces. Langmuir 19, 10295–10303 (2003).

    Yao, C., Li, X., Neoh, K., Shi, Z. & Kang, E. Surface modification and antibacterial activity of electrospun polyurethane fibrous membranes with quaternary ammonium moieties. J. Membrane. Sci. 320, 259–267 (2008).

    Ben-David, A. & Davidson, C. E. Estimation method for serial dilution experiments. J. Microbiol. Methods 107, 214–221 (2014).

    Sezonov, G., Joseleau-Petit, D. & D’Ari, R. Escherichia coli physiology in Luria-Bertani broth. J. Bacteriol. 189, 8746–8749 (2007).

    De Weger, L. A. et al. Flagella of a plant-growth-stimulating Pseudomonas fluorescens strain are required for colonization of potato roots. J. Bacteriol. 169, 2769–2773 (1987).

    Rolfe, M. D. et al. Lag phase is a distinct growth phase that prepares bacteria for exponential growth and involves transient metal accumulation. J. Bacteriol. 194, 686–701 (2012).

    Tolker-Nielsen, T. et al. Development and dynamics of Pseudomonassp. biofilms. J. Bacteriol. 182, 6482–6489 (2000).

    Jackson, D. W. et al. Biofilm formation and dispersal under the influence of the global regulator CsrA of Escherichia coli. J. Bacteriol. 184, 290–301 (2002).

    Kline, K. A., Dodson, K. W., Caparon, M. G. & Hultgren, S. J. A tale of two pili: assembly and function of pili in bacteria. Trends Microbiol. 18, 224–232 (2010).

    Weart, R. B. & Levin, P. A. Growth rate-dependent regulation of medial FtsZ ring formation. J. Bacteriol. 185, 2826–2834 (2003).

    Weart, R. B. et al. A metabolic sensor governing cell size in bacteria. Cell 130, 335–347 (2007).

    Athale, C. A. & Chaudhari, H. Population length variability and nucleoid numbers in Escherichia coli. Bioinformatics 27, 2944–2948 (2011).

    Manefield, M. et al. Halogenated furanones inhibit quorum sensing through accelerated LuxR turnover. Microbiology+. 148, 1119–1127 (2002).

    Wu, H. et al. Synthetic furanones inhibit quorum-sensing and enhance bacterial clearance in Pseudomonas aeruginosa lung infection in mice. J. Antimicrob. Chemoth. 53, 1054–1061 (2004).

    Hentzer, M. et al. Inhibition of quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa biofilm bacteria by a halogenated furanone compound. Microbiology+. 148, 87–102 (2002).

    Jayaraman, A. & Wood, T. K. Bacterial quorum sensing: signals, circuits and implications for biofilms and disease. Annu. Rev. Biomed. inž. 10, 145–167 (2008).

    Defoirdt, T. et al. The natural furanone (5Z)-4-bromo-5-(bromomethylene)-3-butyl-2(5H)-furanone disrupts quorum sensing-regulated gene expression in Vibrio harveyi by decreasing the DNA-binding activity of the transcriptional regulator protein luxR. Aplinka. Microbiol. 9, 2486–2495 (2007).

    Janssens, J. C. et al. Brominated furanones inhibit biofilm formation by Salmonella enterica serovar Typhimurium. Appl. Aplinka. Microb. 74, 6639–6648 (2008).

    Miller, M. B. & Bassler, B. L. Quorum sensing in bacteria. Annu. Rev. Microbiol. 55, 165–199 (2001).

    Waters, C. M. & Bassler, B. L. Quorum sensing: cell-to-cell communication in bacteria. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 21, 319–346 (2005).


    Žiūrėti video įrašą: bakterijų atsparumas antibiotikams (Birželis 2022).